BAL bei landwirtschaftlichen Nutztieren

Table of Contents

Einleitung

Die broncho-alveoläre Lavage (BAL) spielt bei den landwirtschaftlichen Nutztierarten Rind, Schwein, Schaf und Ziege eine sehr unterschiedliche Rolle. Dabei ist vor allem bedeutend, in welchem Umfang und im Zusammenhang mit welchen Modellen die verschiedenen Tierarten als Versuchstiere in Modellen der Humanmedizin genutzt werden. Gleichzeitig spielt der Wert des Einzeltieres bei diagnostischen und therapeutischen Maßnahmen eine entscheidende Rolle. Während die BAL beim Rind im Wesentlichen zur Klärung und zur Diagnostik buiatrischer Fragestellungen genutzt wird, wird sie beim Schwein nicht nur diagnostisch sondern auch in sehr großem Umfang im Rahmen humanmedizinischer Tierexperimente eingesetzt. Dies hängt damit zusammen, dass das Schwein inzwischen zu einer der wichtigsten Versuchstierarten im Bereich der Anästhesiologie, der Neonatologie und in der Thorax- und Transplantationschirurgie geworden ist. Beim Schaf wird die BAL nur selten und wenn, dann vor allem im Rahmen humanmedizinischer Tierexperimente durchgeführt. Diagnostisch wird die BAL nur von sehr wenigen veterinärmedizinischen Arbeitsgruppen bei den Nutztierarten genutzt.

Die Durchführung der BAL am lebenden Kalb wurde in den späten 70er-Jahren von Wilkie u. Mitarb. [1] eingeführt. Beim Schwein wurde die segmentale BAL unter Sichtkontrolle erstmals von Bendixen u. Mitarb. [2] vorgenommen. Beim Schaf wurden Lungenspülungen erstmals von Gorin u. Mitarb. [3] zur Konzentrationsbestimmung der Immunglobulinklassen durchgeführt. Später diente das Schaf als Versuchstier bei der Erforschung der Asbestose, der Silicose sowie allergischer Lungenerkrankungen [4] [5] [6] [7].

Praktische Durchführung von Lungenspülungen bei landwirtschaftlichen Nutztierarten

Methodisch sind grundsätzlich drei verschiedene Vorgehensweisen zu unterscheiden:

• Die postmortale Spülung der ganzen Lunge im Tierexperiment,

• die intravitale Lungenspülung ohne bronchoskopische Kontrolle,

• die intravitale broncho-alveoläre Lavage einzelner Segmentbronchien unter Sichtkontrolle.

Die postmortale Spülung der ganzen Lunge im Tierexperiment

Wird die gesamte exenterierte Lunge mit großen Mengen gepufferter 0,9 %iger NaCl-Lösung gespült, so werden in der Regel mehr Zellen geerntet als bei einer segmentalen Spülung über ein flexibles Endoskop am lebenden Tier. Nach den Untersuchungen von Burrels u. Williams [8] werden bei der segmentalen fiberoptischen BAL höhere Anteile an neutrophilen Granulozyten gewonnen als bei der Spülung der gesamten Lunge.

Die intravitale Lungenspülung ohne bronchoskopische Kontrolle

In der Nutztierpraxis ist die Anwendung eines flexiblen Endoskopes häufig zu teuer und die Reinigung und Desinfektion des Gerätes ist mit hohem organisatorischem und zeitlichem Aufwand verbunden. Deshalb wurden bei allen 3 Tierarten Alternativmethoden zur Lungenspülung ohne bronchoskopische Kontrolle entwickelt. Beim Schwein gehört diese Art der Lungenspülung inzwischen zur Praxisroutine [9] [10]. Beim Kalb wird am stehenden Tier gearbeitet, indem eine Sonde oder ein zur Spülung geeigneter Katheter entweder nach Passage durch Nase und Pharynx oder mittels einer großlumigen Punktionskanüle zwischen zwei Trachealringen so weit in die Lungenperipherie vorgeschoben wird, bis ein geringer Widerstand des Gewebes zu spüren ist [11] [12]. Die Lungenspülprobe wird hierbei „blind” (d. h. ohne Sichtkontrolle) gewonnen. Der Untersucher hat somit keine Kenntnis über die exakte Lokalisation der Probenentnahme innerhalb der Kälberlunge. Die rückgewonnene Spülflüssigkeit kann demzufolge nicht mit Sicherheit als broncho-alveoläre Lavageflüssigkeit (BALF) bezeichnet werden.

Über die Punktion der Trachea sind allerdings nur geringe Rückgewinnungsraten der Spülflüssigkeit zu erwarten, die in der Regel für eine zytologische Untersuchung aufgrund der häufig auftretenden Blutungen wenig geeignet sind [13]. Bei „blinden” Spülungen gelangt der eingeführte Katheter in vivo mit hoher Wahrscheinlichkeit in den Lobus caudalis dexter [11] [12] [14] [15].

Die intravitale broncho-alveoläre Lavage einzelner Segmentbronchien unter Sichtkontrolle

Sofern Lavageflüssigkeit gezielt aus der Lungenperipherie gewonnen werden soll, empfiehlt sich die segmentale BAL unter bronchoskopischer Kontrolle. Zur Durchführung der Bronchoskopie und BAL ist beim Schwein eine Allgemeinanästhesie unabdingbar [16]. Beim Kalb empfehlen Heilmann u. Mitarb. [15] eine kurzzeitige Allgemeinanästhesie. Bei Schaf und Ziege ist die BAL unter fiberoptischer Kontrolle auch ohne Allgemeinanästhesie, nur nach Oberflächenanästhesie von Nasen- und Laryngealschleimhaut mit einem Lokalanästhetikum durchführbar [17].

Die Prämedikation mit Atropin wird routinemäßig nur beim Kalb angewendet, um die vasovagal induzierte Bradykardie zu dämpfen und die Sekretion in den Atemwegen zu reduzieren. Sie ist bei den beiden anderen Tierarten jedoch ebenfalls indiziert.

Zur Durchführung der BAL wird der zur Spülung verwendete Katheter bzw. das flexible Bronchoskop mit Spülkanal unter visueller Kontrolle in dem zuführenden Bronchus platziert, welcher dem zu spülenden Lungensegment funktionell zugeordnet ist. Das Bronchoskop wird in „wedge”-Position gehalten, um ein Zurückfließen von Spülflüssigkeit in die größeren Atemwege zu verhindern.

Das Volumen der eingesetzten Spülfüssigkeit sowie die Anzahl der Fraktionen haben entscheidenden Einfluss auf die Ergebnisse der segmentalen fiberoptischen BAL. Mit steigendem Spülvolumen sinkt die Rückgewinnungsrate der Spülflüssigkeit wobei die Gesamtmenge der zurückgewonnenen Zellen zunimmt. Mit steigender Flüssigkeitsmenge nehmen aber auch die Nebenwirkungen der Spülung, wie Husten, sinkende Oxygenierung des Blutes, Fieber und Veränderung der Atmungsmechanik sowie der Lungenperfusion deutlich zu [12] [18] [19]. Beim Schwein sowie beim Schaf spülen wir in der Klinik grundsätzlich mit 5 Fraktionen à 20 ml 0,9 %iger NaCl-Lösung. Nur bei Tieren deutlich unter 25 kg Körpermasse (KM) reduzieren wir das Spülvolumen, wobei wir uns an den üblichen Volumina in der Pädiatrie orientieren, wo im Allgemeinen drei Fraktionen von je 3 ml/kg KM injiziert werden. Die o. g. Nebenwirkungen der Spülung sind meist vorübergehend und stellen bei ausreichender Übung des Untersuchers eine eher geringere Belastung dar als z. B. das Narkoserisiko. Bei schweren obstruktiven und mit Sekretanreicherung in den Bronchien einhergehenden Erkrankungen tritt nicht selten sogar eine Besserung des klinischen Zustandes nach der Spülung ein.

Das zurückgewonnene Flüssigkeitsvolumen liegt bei gesunden Schweinen in der Regel über 80 % [20] und selbst bei Läuferschweinen mit chronischen Pneumonien werden im Durchschnitt noch 75 % der eingesetzten Spülflüssigkeit zurückgewonnen [21]. Bei gesunden Schafen beträgt die Rückgewinnungsrate bei vergleichbarer Technik wie beim Schwein 72 ± 12 % der eingesetzten Spülflüssigkeit. Auch bei kranken Schafen sind kaum niedrigere Rückgewinnungsraten zu erwarten [17]. Beim gesunden Kalb sind dagegen Rückgewinnungsraten von 50 - 60 % (abhängig von der Spülmethode) realistisch.

Hohe Rückgewinnungsraten können bei Tieren mit hochgradigen obstruktiven Bronchitiden, eitrigen Bronchopneumonien oder Lungenemphysemen meist nicht erreicht werden.

Lokalisation segmentaler BAL

Aufgrund der Untersuchungen von Reinhold [22] kann beim Rind, im Gegensatz zu Mensch, Hund, Katze und Pferd, davon ausgegangen werden, dass aufgrund des starken Segmentierungsgrades der Rinderlunge, die diagnostische Aussage einer BALF-Probe lediglich das lavagierte Lungensegment zu beschreiben vermag, aber keineswegs als repäsentativ für andere Teile des unteren Respirationstraktes oder gar der gesamten Lunge angesehen werden kann. Gleiches kann für das Schwein und das Schaf aufgrund der anatomischen Verhältnisse vermutet werden. Bei sensibilisierten Schafen konnte gezeigt werden, dass eine lokale Challenge mit rekombinantem Lungenwurmantigen von Dictyocaulus viviparus nur zu lokalen zellulären und humoralen Reaktionen in diesem Segment führt [23]. Bei klinischen Erkrankungen empfiehlt es sich deshalb, bei allen 3 Tierarten die Lungenveränderungen vor der Lavage, z. B. durch eine Röntgenuntersuchung des Thorax zu lokalisieren, um dann den entsprechenden Segmentbronchus gezielt spülen zu können. Ist dies nicht möglich oder zu aufwändig, sollte bei Verdacht auf bakteriell bedingte Lungenaffektionen die endoskopische BAL bevorzugt an den cranialen Lungenlappen vorgenommen werden, da diese meist deutlicher von der Erkrankung betroffen sind als die caudalen Lungenbereiche.

Die Wiederholbarkeit der BAL

Die Wiederholbarkeit der Spülungen wird kontrovers diskutiert. Eine Spülung führt in der Regel im gespülten Bereich zu einem Influx von polymorphkernigen neutrophilen Granulozyten (PMN), einem milden perivaskulären und peribronchialen Ödem sowie peribronchialen und interlobulären Lymphangiektasien [24] [25]. Im Gegensatz zu Kälbern bleibt dieser Influx beim Schaf jedoch weitgehend auf den gespülten Bronchus beschränkt. Der Anstieg der neutrophilen Granulozyten erreicht ca. 6 Stunden nach der Lavage seinen Höhepunkt. Die Neutrophilie hält bis ca. 2, maximal jedoch 4 Tage nach der Spülung an [22] [26] [27] [28]. Beim Lamm konnte bei Spülungen im Abstand von 4 bis 7 Tagen weder ein Einfluss auf die Gesamtzellzahl noch auf das Differentialzellbild bei Spülungen desselben Lungenlappens festgestellt werden [29].

Unter Berücksichtigung zytologischer Befunde spricht beim Schwein aufgrund eigener Erfahrungen nichts gegen wiederholte Spülungen im Abstand von etwa einer Woche. Weder konnten klinische Auswirkungen bei einer ganzen Reihe von Kontrollgruppen festgestellt werden, noch waren zytologische Veränderungen bei diesem zeitlichen Abstand bei ansonsten unbehandelten Kontrolltieren erkennbar (Daten unveröffentlicht). Allerdings wurde bisher der Einfluss wiederholter Spülungen auf das Surfactantsystem nicht überprüft. Loos u. Mitarb. [30] konnten selbst bei BALs in 14-tägigen Abständen beim Menschen noch einen Surfactantverlust im betroffenen Segment nachweisen. BAL-Intervalle von ein bis zwei Monaten können als weitgehend unbedenklich angesehen werden [22].

Die Untersuchung der BALF

Entsprechend den Empfehlungen der European Respiratory Society Task Force [31] sollten sich die Konzentrationsangaben der Inhaltsstoffe auf das BALF-Volumen beziehen. Bei Schafen mit Lungenadenomatose können im Endstadium der Tumorerkrankung z. T. über 100 ml Lungenflüssigkeit ohne Spülung aufgefangen werden. In früheren Stadien ist der Anteil der Lungenflüssigkeit in einer BALF sehr variabel. Um Konzentrationen in der reinen Lungenflüssigkeit mit BALF vergleichen zu können, ist eine gemeinsame Bezugsgröße notwendig. Deshalb erscheint es beim Schaf sinnvoll, in der BALF gemessene Konzentrationen zusätzlich auf die Epithelial lining fluid (ELF) zu beziehen, sofern sich unter den Patienten Schafe mit Lungenadenomatose befinden könnten. Hierzu hat sich die Berechnung der ELF mithilfe der Harnstoffbestimmung in der BALF und im Blutplasma bewährt und für klinische Belange auch als ausreichend genau erwiesen [17].

Die zytologische Untersuchung der BALF

Bei Verwendung von 5 Fraktionen à 20 ml Spülflüssigkeit wurden für gesunde Läuferschweine Referenzwerte unter Verwendung eines Katheters im Arbeitskanal des Bronchoskopes [32] bzw. ohne Katheter im Arbeitskanal [20] erstellt. Die Referenzwerte für gesunde Schweine [20] sowie die Minimal- und Maximalwerte gesunder Schafe [17] sowie gesunder Kälber [22] sind in Tab. [1] dargestellt.

Tab. 1 Referenzwerte bzw. Minimal- und Maximalwerte zytologischer Befunde in der BALF der Spitzenlappen gesunder Schweine, Schafe (intravital) und Kälber (postmortal)

	Schweine [20]	Schafe n = 25) [17]	Kälber (n = 11) [22]
	Referenzgrenzen	min - max	median	Spannweite min - max
Gesamtzellzahl (G/l)	0,22 - 2,55	0,10 - 0,65	0,22	0,49
AM (%)	58 - 100	78 - 100	95,5	42,5
Lymphozyten (%)	0 - 16	0 - 13	0,5	3,5
PMN (%)	0 - 9	0 - 12	4,5	41,5
Eosinophile Gr. (%)		0 - 4
AM = Alveolarmakrophagen; PMN = Polymorphkernige neutrophile Granulozyten

Der Anteil der Bronchialepithelzellen wird in der Humanmedizin in der Regel nicht berücksichtigt, sofern er unter 3 % liegt. Sind die Bronchialepithelzellen im Ausstrich zahlreicher, wird davon ausgegangen, dass der bronchiale Anteil an der Spülung erhöht ist. Unter nahezu gleichen technischen Voraussetzungen finden sich bei Schweinen äußerst selten Bronchialepithelzellen im Differentialzellbild der BALF [20]. Bei Schafen sind sie jedoch häufiger nachweisbar. Besonders hohe Anteile an Bronchialepithelzellen sind regelmäßig bei Ziegen zu finden. Möglicherweise spielen hierfür die anatomischen Unterschiede, wie die unterschiedliche Form der Bronchialknorpel sowie die bei Schafen und Ziegen häufigeren Bronchusgenerationen [33] eine wesentliche Rolle.

Zum Nachweis selten auftretender Gebilde ist es erforderlich, die Zytospots zunächst mit einer geringen Vergrößerung vollständig durchzumustern und dann mindestens 100 Zellen zu differenzieren [34]. Nur so können mit ausreichender Sicherheit mehrkernige Zellen, jugendliche Tumorzellen, Tumorzellhaufen, Curschmann-Spiralen sowie Eier oder Larven von Lungenwürmern, Pollen, Fremdmaterial u. a. aufgefunden bzw. differenziert werden.

Im Gegensatz zum Schwein und zum Kalb werden bei gesunden Schafen regelmäßig mehrkernige Makrophagen gefunden. Es handelt sich demnach, ähnlich wie beim Menschen [34], um einen Normalbefund. Lediglich bei gehäuftem Auftreten, wie dies oft bei Maedi und Adenomatose auftritt, kann ähnlich wie beim Pferd vermutet werden, dass dies ein Ausdruck bronchialer Obstruktion oder aber einer frustranen Auseinandersetzung mit einem nicht phagozytierbaren Agens ist [35].

In der BALF steigt der Anteil der neutrophilen Granulozyten mit der Gesamtzellzahl an. Damit ist in der BALF der Anteil der neutrophilen Granulozyten das empfindlichste Unterscheidungsmerkmal zwischen gesunden und kranken Tieren [17].

Der Anteil der Lymphozyten scheint bei Lämmern höher zu liegen als bei erwachsenen Schafen [6] [36]. Außerdem sind die Verhältnisse der Lymphozyten-Subpopulationen bei den verschiedenen Altersklassen unterschiedlich. Das Verhältnis zwischen T- und B-Lymphozyten wird von 72 : 1 bei Lämmern unter 8 Wochen, auf 9 : 1 bei über 2 Jahre alten Schafen reduziert. Gleichzeitig nimmt der Anteil sog. Null-Lymphozyten von 35 % auf 20 - 23 % ab [36]. Maedi-Visna-Virusinfektionen führen einerseits zu einem Anstieg der Lymphozytenfraktion in der BAL [17] sowie zu einer Veränderung der Lymphozyten-Subpopulationen [37] [38].

Bei Lungenadenomatose finden sich in zytologischen Präparaten der BALF regelmäßig jugendliche Zellen und Tumorzellverbände und bei Schafen mit Maedi finden sich in den zytologischen Präparaten gehäuft Curschmann'sche Spiralen als Ausdruck einer bronchialen Obstruktion [17].

Lösliche Inhaltsstoffe in der BALF

Reinhold [22] beurteilt den Gesamteiweißgehalt zwar als einen sehr empfindlichen, zugleich aber auch als relativ unspezifischen Parameter. Um pathogenetische Fragen gezielt bearbeiten zu können, ist eine differenzierte Analyse der Eiweißbestandteile erforderlich. Fogarty u. Mitarb. [14] beobachteten einen markanten Anstieg des Gesamtproteingehaltes in der Lungenflüssigkeit im Zusammenhang mit klinisch manifesten respiratorischen Erkrankungen bei Kälbern. Da aufgrund nicht primär pneumonischer Erkrankungen relativ häufig hochgradige Abweichungen vom Referenzbereich des Gesamtproteins im Plasma vorkommen, ist es nicht erstaunlich, dass bei ovinen Klinikpatienten die Proteinkonzentration in der ELF mit derjenigen im Plasma korreliert [17].

Differenzierte Analysen gestalten sich schwierig. In der BALF kommen zahlreiche Proteine vor. Durch 2-D-Elektrophorese humaner BALF können derzeit ca. 1200 Spots per Silberfärbung differenziert werden. Über 900 Proteinspots, die wiederum zu ca. 78 unterschiedlichen Eiweißarten gehören, konnten identifiziert werden. Eine dynamische 2DE-Datenbank für humane BALF ist im Internet unter http:/w3.umh.ac.be/biochim/proteomic.htm verfügbar [39]. Bei all diesen Inhaltsstoffen ist vor allem interessant, inwiefern sie aus Zellen des Atmungstraktes selbst stammen, inwiefern sie als Marker für Gesundheit oder Krankheit fungieren können und inwiefern sie evtl. als spezifische Marker für bestimmte Erkrankungen genutzt werden können, bzw. in welchem Maße sie bei bestimmten Erkrankungen hoch oder herunter reguliert werden. Hierzu liegen bei unseren landwirtschaftlichen Nutztieren lediglich Anfänge vor. Eine Übersicht für das Rind findet sich bei Reinhold [22].

Bei landwirtschaftlichen Nutztieren liegt eine Reihe von Untersuchungen zum Nachweis erhöhter Enzymaktivitäten der Laktatdehydrogenase (LDH), alkalischer Phosphatase (AP) oder β-Glukuronidase in der BALF vor. Nach Meinung von Drent u. Mitarb. [40] sind diese Enzyme dazu geeignet, Zerstörungen oder toxisch bedingte Schäden der pulmonalen zellulären Integrität nachzuweisen. Als Marker für entzündliche Veränderungen sind die beiden Enzyme LDH und AP aber weniger sensitiv als die zellulären Veränderungen bei Kalb und Schaf [17] [22]. Die AP kann jedoch diagnostisch zum Nachweis der Lungenadenomatose genutzt werden. Schafe mit Lungenadenomatose weisen als Ausdruck der tumorbedingten Proliferation der Typ-II-Pneumozyten eine erhöhte Aktivität der alkalischen Phosphatase auf. Eine AP-Aktivität über 444 U/l ELF weist eine Sensitivität von 51 %, eine Spezifität von 90 % und eine diagnostische Effizienz von 79 % zur Diagnose der Lungenadenomatose auf.

Neben der Untersuchung der Inhaltsstoffe dient die BALF von Nutztieren zunehmend als Zusatz zu Nährmedien zur Untersuchung des Wachstumsverhaltens und zur Expression von Proteinen bei pathogenen Bakterien, quasi als Ex-vivo-Modell [41].

Aussagekraft mikrobiogischer Befunde in der Lungenspülflüssigkeit

In der Praxis wird die gewonnene Spülflüssigkeit in der Regel für die mikrobiologische Untersuchung und die Aufklärung von Bestandsproblemen genutzt. Aufgrund der breit gefächerten Normalflora [16] [17] und der geringen quantitaven und qualitativen Unterschiede zum Vorkommen gerade der fakultativ pathogenen Keime bei kranken Tieren [17] [42] ist die Interpretation solcher mikrobiologischer Befunde häufig schwierig.

Während bei der „blinden” Einführung von Spülkathetern meist nur die Basislappen gespült werden, können bei Schwein und Schaf mit etwas Übung mithilfe eines flexiblen Endoskopes auch die Segmentbronchien der vorderen Lungenlappen gespült werden. Beim Kalb können dagegen der kraniale Teil des Lobus cranialis dexter und die beiden Teile des Lobus cranialis sinister in vivo aus anatomischen Gründen nicht gespült werden [15]. Wird „blind” (d. h. ohne Sichtkontrolle) gespült, kann davon ausgegangen werden, dass in der Regel die caudo-dorsalen Segmente der Basislappen gespült werden. Dies ist insofern für die Ergebnisinterpretation relevant, als bei allen drei hier besprochenen Tierarten die hauptsächlich vorkommenden pneumonischen Veränderungen meist im Bereich der Spitzenlappen beginnen und oft auf die kranialen Lungenbezirke begrenzt bleiben. Wesentliche Ausnahmen hiervon sind lediglich die Lungenadenomatose sowie die Maedi beim Schaf.

Da gerade die pneumonisch veränderten kranialen Lungenbezirke einer blinden Spülung nur schwer zugänglich sind, ist bei der mikrobiologischen Untersuchung „blind” gewonnener Spülproben mit einem hohen Anteil falsch negativer Ergebnisse zu rechnen. Beim direkten Vergleich der Ergebnisse der mikrobiologischen Untersuchungen bronchoskopisch gewonnener BALFs mit „blind” gewonnenen Spülproben zeigt sich, dass lediglich hochgradige Keimgehalte in der „blinden” Spülprobe zuverlässig nachweisbar sind [13]. Für die Anwendung in der tierärztlichen Praxis mag dies ausreichend sein, da bei Bestandsproblemen durch die Anzahl und die Auswahl der zu untersuchenden Tiere das Ergebnis untermauert werden kann. Für experimentelle Fragestellungen sind „blinde” Spülungen häufig nicht zu vertreten.

Sollen jedoch sehr sensitive Nachweismethoden, wie z. B. eine heminested PCR zum Ausschluss einer Erkrankung eingesetzt werden, so ist der Einsatz eines flexiblen Endoskopes kritisch zu sehen, da vermutlich auch bei akkurater Reinigung und Desinfektion keine ausreichend zuverlässige Keimfreiheit erreicht werden kann, wenngleich lebende Erreger wohl nicht mehr übertragen werden können. Deshalb modifizierte Voigt [43] die Methode für das Kalb [14] [44] zur Anwendung beim Schaf. Anders als beim Kalb beschrieben, war es beim Schaf jedoch nicht möglich, den Tubus über die Nase einzuführen, weil die Schläuche regelmäßig abgeschluckt wurden. Voigt [43] führte deshalb unter Allgemeinanästhesie zunächst einen Tracheotubus (Meterware) oral ein und über diesen Tracheotubus wurde dann ein Spülschlauch bis zum Auftreten eines geringgradigen Widerstandes vorgeschoben. Obwohl bei diesem blinden Vorgehen die veränderten Lungenareale nicht gezielt gespült werden können, wies diese Form der Lungenspülung mit anschließender heminested PCR der Spülfüssigkeit eine relative Sensitivität von 90,2 % und eine relative Spezifität von 98,4 % zum Nachweis proviraler DNA des Jaagsiekte Retrovirus, dem Erreger der Lungenadenomatose, einem übertragbaren Lungen-Adenokarzinom bei kleinen Wiederkäuern auf [43]. Durch die negative Untersuchung aller Zuchttiere einer inzwischen über 500-köpfigen Mutterschafherde konnte mithilfe der Lungenspülprobe der Erfolg einer Sanierung und die Freiheit der Herde von der Lungenadenomatose zertifiziert werden.

Literatur

• 1 Wilkie B N, Markham R JF, Shewen P E. Response of calves to lung challenge exposure with Pasteurella haemolytica after parenteral or pulmonary immunization.  Am J Vet Res. 1980;  41 1773-1778
• 2 Bendixen H, Showen P E, Rosendal S. et al . Toxicity of Haemophilus pleuropneumoniae for porcine lung macrophages, peripheral blood monocytes, and testicular cells.  Infect Immun. 1981;  33 673-676
• 3 Gorin A B, Stewart P, Gould J. Concentrations of immunoglobulin classes in subcompartments of the sheep lung.  Res vet Sci. 1979;  26 126-128
• 4 Begin R, Rola-Pleszczynski M, Sirois P. et al . Sequential analysis of the bronchoalveolar milieu in concious sheep.  J Appl Physiol Respir Environ Exercise Phasiol. 1981;  50 665-671
• 5 Begin R, Rola-Pleszczynski M, Masse S. et al . Assessment of progression of asbestosis in the sheep model by bronchoalveolar lavage and pulmonary function tests.  Thorax. 1983;  38 449-457
• 6 Chanana A D, Chandra P, Joel D D. Pulmonary mononuclear cells: Studies of pulmonary lymph and bronchoalveolar cells of sheep.  J Reticuloendothelial Soc. 1981;  29 127-135
• 7 Rola-Pleszczynski M, Sirois P, Begin R. Cellular and humoral components of bronchoalveolar lavage in the sheep.  Lung. 1981;  159 91-99
• 8 Burrels C, Williams J T. Bronchalveolar lavage of the live anaesthetised sheep.  Res Vet Sci. 1986;  42 109-112
• 9 Delbeck F, Tegeler R, Ganter M. Lungenspülungen bei Schweinen im Erzeugerbetrieb.  Dtsch Tierärztl Wschr. 1997;  104 374-378
• 10 Nienhoff H. A practical way to perform broncholar Lavage in pigs “on farm”.  Proceedings of the 18th IPVS Congress, Hamburg, Germany.. 2004;  Vol. 2 487
• 11 Zimmer G M, Kimman T J, de Leeuw P W. et al .A study on the potential of lung lavage to aid the diagnosis of bovine respiratory syncatial virus infections in calves under field conditions. 14th World Congress on Diseases of Cattle in Dublin, Ireland. World Association for Buiatrics 1986 Proceedings Vol. 1
• 12 Otto B. Die intravitale bronchoalveoläre Lavage am unsedierten Kalb zur Erhebung zytologischer Befunde im Rahmen der Diagnostik und Therapie der Enzootischen Bronchopneumonie der Kälber und Jungrinder. Universität Leipzig, Veterinärmedizinische Fakultät, Dissertation 1993
• 13 Tamene M W. Zur klinischen, mikrobiologischen und sekretzytologischen Diagnostik von Atemwegserkrankungen des Schafes unter Mithilfe endoskopischer und transtrachealer Probengewinnung. Tierärztliche Hochschule Hannover, Dissertation 1994
• 14 Fogarty U, Quinn P J, Hannan J. Bronchopulmonary lavage in the calf - a new technique.  Ir Vet J. 1983;  37 35-38
• 15 Heilmann P, Müller G, Reinhold P. Bronchoskopie und segmentale bronchoalveoläre Lungenspülung beim narkotisierten Kalb.  Mh Vet-Med. 1988;  43 79-84
• 16 Hensel A, Ganter M, Kipper S. et al . Prevalence of aerobic bacteria in bronchoalveolar lavage fluids from healthy pigs.  Am J Vet Res. 1994;  55 1697-1702
• 17 Ganter M. Pneumologische Untersuchung beim Schaf unter besonderer Berücksichtigung der bronchoalveolären Lavage. Tierärztliche Hochschule Hannover, Habilitationsschrift 1996
• 18 Killingsworth C R, Slocombe R F, Alnoor S A. et al . Pulmonary dysfunction in neonatal calves after intratracheal inoculation of small volumes of fluid.  Am J Vet Res. 1987;  48 1589-1593
• 19 Pirozynski M, Sliwinski P, Radwan L. et al . Bronchoalveolar Lavage - Comparison of three commonly used Procedures.  Respiration. 1991;  58 72-76
• 20 Hennig-Pauka I, Ganter M, Gerlach G F. et al . Enzyme Activities, Protein Content and Cellular Variable in the Pulmonary Epithelial Lining Fluid in Selected Healthy Pigs.  J Vet Med A. 2001;  48 631-639
• 21 Delbeck F. Erfolgskontrolle einer oralen Chlortetrazyklin-Behandlung bei lungenkranken Schweinen mittels der bronchoalveolären Lavage. Tierärztliche Hochschule Hannover, Dissertation 1995
• 22 Reinhold P. Untersuchungen zur Bestimmung pulmonaler Funktionen beim Kalb. FU Berlin, Fachbereich Veterinärmedizin, Habilitationsschrift 2001
• 23 Collie D D, MacAldowie C N, Pemberton A D. et al . Local lung responses following local lung challenge with recombinant lungworm antigen in systemically sensitized sheep.  Clin Exp Allergy. 2001;  31 1636-1647
• 24 Lay J C, Slauson D O, Castleman W L. Volume-controlled bronchopulmonary lavage of normal and pneumonic calves.  Vet Pathol. 1986;  23 673-680
• 25 Essen S G von, Robbins R A, Spurzem J R. et al . Bronchoscopy with bronchoalveolar lavage causes neutrophil recruitment to the lower respiratory tract.  Am Rev resp Dis. 1991;  144 848-854
• 26 Weiss R A, Chanana A D, Joel D D. Localized pulmonary neutrophil influx induced by lung lavage in sheep.  Lung. 1983;  161 369-374
• 27 Woodside K H, Denas S M, Smith K L. Localized chemotactic response to saline lavage of sheep lung.  Fe Proc. 1981;  40 404
• 28 Lakritz J, Wilson W D, Watson J L. et al . Effect of treatment with erythromycin on bronchoalveolar lavage fluid cell populations in foals.  Am J Vet Res. 1997;  58 56-61
• 29 Collie D D, Baker A, Mauchline S. et al . Ovine bronchoalveolar lavage cellularity: reproducibility and the effect of multiple repeated lavage.  Res Vet Sci. 1999;  67 137-140
• 30 Loos U, Labedzki L, Weiss J-M. Schädigung des pulmonalen Surfactant Systems nach bronchoalveolärer Lavage?.  Praxis und Klinik der Pneumologie. 1987;  41 868-869
• 31 Haslam P L, Baughman R P. Guidelines for measurement of acellular components and recommendation for standardization of bronchoalveolar lavage (BAL). Report of the European Respiratory Society Task Force.  Eur Resp Rev. 1999;  9 25-157
• 32 Ganter M, Hensel A. Cellular variables in bronchalveolar lavage fluids (BALF) in selected healthy pigs.  Res Vet Sci. 1997;  63 215-217
• 33 Mariassy A T, Plopper C G. Tracheobronchial epithelium of the sheep - I. Quantitative light-microscopic study of epithelial cell abundance, and distribution.  Anatom Rec. 1983;  205 263-275
• 34 Costabel U. Atlas der bronchoalveolären Lavage. Stuttgart, New York: Georg Thieme Verlag 1994
• 35 Deconto I, Deegen E. Neue Erkenntnisse der zytologischen Untersuchung des Tracheobronchialsekretes lungenkranker Pferde.  Der praktische Tierarzt.. 1983;  Collegium veterinarium XIV 141-145
• 36 Burrels C. Cellular and humoral elements of the lower respiratory tract of sheep. Immunological examination of cells and fluid obtained by bronchoalveolar lavage of normal lungs.  Vet Immunol Immunopathol. 1985;  10 225-243
• 37 Lujan L, Gegara I, Collie D D. et al . Phenotypic analysis of cells in bronchoalveolar lavage fluid and peripheral blood of Maedi Visna-infected sheep.  Clin Exp Immunol. 1993;  91 272-276
• 38 Singh B, Ott T L, Bazer F W. et al . Phenotypic and ultrastructural characteristics of bronchoalveolar lavage cells of lentivirus-infected lambs treated with recombinant ovine IFN-tau.  J Interferon Cytokine Res. 2001;  9 677-686
• 39 Noel-Georis I, Bernard A, Flmagne P. et al . Database of bronchoalveolar lavage fluid proteins.  J Chromatography B. 2002;  771 221-236
• 40 Drent M, Cobben N AM, Henderson R F. et al . Measurement of markers of cell damage or death in bronchalveolar lavage fluid.  Eur Respi Rev. 1999;  9 141-144
• 41 Jacobsen K, Hennig-Pauka I, Baltes N. et al . Enzymes Involved in Anaerobic Respiration Appear to play a role in Actinobacillus pleuropneumoniae Virulence.  Infect Immun. 2005;  73 226-234
• 42 Ganter M, Kipper S, Schöttger-Wegener H. et al . Pneumoniediagnostik am lebenden Schwein mithilfe der Lungenspülung.  Berl Münch Tierärztl Wochenschr. 1993;  106 330-333
• 43 Voigt K. Untersuchungen zum Lungenadenomatose-Status einer mutterlos aufgezogenen Heidschnuckenherde mittels Polymerase-Kettenreaktion. Tierärztliche Hochschule Hannover, Dissertation 2004
• 44 Caldow G. Bronchoalveolar lavage in the investigation of bovine respiratory disease.  In Practice. 1/2001;  41-43