Kopfschiefhaltung – Encephalitozoonose? Welche Diagnostikmöglichkeiten gibt es?

Immer wieder werden Kaninchen mit einer Kopfschiefhaltung unterschiedlichen Schweregrades in der Praxis vorgestellt. Die steigende Beliebtheit des Kaninchens als Haustier bei Erwachsenen führt unter anderem zu einer erhöhten Bereitschaft von Kaninchenbesitzern, auch finanziell in die Gesundheit und das Wohlergehen ihres Lieblings zu investieren. Für die Therapie und vor allem die Prognose einer Torticollis ist die Diagnose der zugrunde liegenden Erkrankung von ausschlaggebender Bedeutung. Welche Möglichkeiten heute zur Diagnose einer Encephalitozoonose zur Verfügung stehen, beschreibt der nachfolgende Beitrag.

Einleitung

Encephalitozoon cuniculi (E. cuniculi) ist ein obligat intrazellulär lebender, sporenbildender Einzeller, der zu den Microsporidien gehört [24]. Infektionen treten vor allem bei Kaninchen auf, wobei das Zentralnervensystem, die Nieren sowie das Auge Prädilektionsstellen für Läsionen darstellen. Am häufigsten sind neurologische Symptome (z. B. Kopfschiefhaltung, Ataxie, Rotation um die eigene Körperachse, Nystagmus). Apathie und Anorexie sind Anzeichen einer chronischen Niereninsuffizienz. Bei einer phakoklastischen Uveitis werden die Kaninchen meistens mit einer „weißen Masse im Auge“ in der Praxis vorgestellt, die durch Ruptur der Linsenkapsel entsteht [17], [20]. Bei neurologischen Symptomen sollten mögliche Differenzialdiagnosen wie z. B. Neoplasie, bakterielle oder virale Enzephalitis, Traumata oder Otitis media/interna in Betracht gezogen werden [12], [20]. Nichtsdestotrotz ist die Encephalitozoonose mit 91 % die häufigste Ursache der Kopfschiefhaltung [14]. Bei chronischer Niereninsuffizienz stellt die Nephrolithiasis die wichtigste differenzialdiagnostisch zu berücksichtigende Ursache dar [13].

Prävalenz

Studien zeigen eine hohe Infektionsrate bei Kaninchen. Die Seroprävalenz liegt in Deutschland zwischen 43,5 % und 54,5 % [8], [9], [15]. In Bayern wurden Antikörper gegen E. cuniculi bei 17,9 % der klinisch gesunden und bei 47,9 % der kranken Kaninchen (mit und ohne Encephalitozoonose-Verdacht) nachgewiesen. Bei erkrankten Tieren mit Encephalitozoonose-Verdacht zeigten 59,8 % einen positiven Antikörpertiter [15].

Eigene Untersuchungen von Proben in der Routinediagnostik aus ganz Deutschland zeigten eine ähnliche Prävalenz von 63,6 % (n = 780). Informationen über den Gesundheitszustand lagen nicht vor, jedoch lässt der Untersuchungswunsch der Tierärzte auf Antikörper einen Encephalitozoonose-Verdacht vermuten.

Diagnostik am lebenden Tier

Serologie

Die Serologie ([Abb. 1]) ist eine gute Methode zum Ausschluss einer Encephalitozoonose. Abhängig von der Infektionsdosis können IgG-Antikörper 2–3 Wochen nach der Infektion im Blut nachgewiesen werden [2], [36] und bleiben über Jahre hoch [30]. Symptome treten meistens erst bei chronisch infizierten Tieren auf [3], [30].

Abb. 1 Indirekter Immunfluoreszenstest, E. cuniculi-positives Serum. © Laboklin

Ein negativer Antikörpertiter schließt eine Erkrankung aufgrund der guten Korrelation zwischen serologischen und histologischen Ergebnisse zu einer hohen Wahrscheinlichkeit aus [1], [3], [29], [33]. Nur in seltenen Fällen ist die serologische Untersuchung negativ [3], [15]. Als mögliche Ursachen werden Infektionen bei Jungtieren (< 8–10 Wochen), ein frühes Stadium der Infektion (< 3 Wochen) und starke Immunsuppressionen erwähnt bzw. vermutet [7], [14], [16].

Ein positiver Antikörpertiter zeigt, dass eine Infektion stattgefunden hat, gibt jedoch keine Aussage über eine akute oder latente Infektion. Auch die Titerhöhe eignet sich nicht für die Beurteilung, ob der Erreger die Ursache der vorherrschenden Symptome ist oder nicht [3]. Das gleichzeitige Vorhandensein einer anderen, ähnliche Symptome verursachenden Erkrankung ist ebenfalls möglich [3].

PCR

Als Untersuchungsmaterialien für die PCR sind bei lebenden Kaninchen Harn, Kot, Liquor cerebrospinalis und Augenlinsenmaterial prinzipiell für die Untersuchung zugänglich.

DNA-Nachweis aus Linsenmaterial bzw. Liquor cerebrospinalis

Die PCR eignet sich sehr gut für den DNA-Nachweis aus der Linse nach erfolgter Enukleation oder Phakoemulsifikation [3]. Liquor cerebrospinalis dagegen hat keine diagnostische Bedeutung, da die untersuchten Proben meistens negativ sind [3], [17].

Nachweis von Sporen-DNA im Harn

Der Nachweis von Sporen-DNA im Harn mittels PCR ist möglich. Die Ausscheidung erfolgt bei Kaninchen ca. 3–5 Wochen nach der Infektion intermittierend über einen Zeitraum von 1–3 Monaten [2], [30]. Zeitpunkt und Dauer der Ausscheidung sind jedoch abhängig von der aufgenommenen Infektionsdosis [18]. Informationen über die Sporenausscheidung bei natürlich infizierten Kaninchen mit und ohne Symptome über einen längeren Zeitraum sind jedoch nicht vorhanden. Bei einmaligen Untersuchungen konnten bei 39,5 % der Kaninchen mit neurologischer Encephalitozoonose Sporen im Harn nachgewiesen werden [17], aber auch klinisch gesunde Tiere können Sporen ausscheiden [3], [19]. Bei eigenen Untersuchungen konnte der Erreger mittels PCR in 22,2 % der Proben (n = 100) nachgewiesen werden. Angaben zur Seroprävalenz dieser Tiere lagen nicht vor. Da Kaninchen wahrscheinlich nur sehr geringe Mengen Sporen sporadisch ausscheiden [17], schließt ein negativer Harnbefund eine Infektion nicht aus, aber auch ein positives Ergebnis ist kein Beweis für die Ursache der Symptome.

Nachweis von Sporen-DNA im Kot

Die Bedeutung der Sporenausscheidung im Kot scheint gering zu sein. Vereinzelt wurde Erreger-DNA mittels PCR festgestellt. Bei Untersuchungen von 14 seropositiven Tieren mit neurologischen Symptomen konnte DNA in 3 Kotproben nachgewiesen werden [33]. In einer in Japan durchgeführten Studie wurden 6 von 421 Kotproben gesunder Kaninchen positiv getestet. Antikörperbestimmungen wurden nicht durchgeführt [19]. Eigene Untersuchungen in der Routinediagnostik von 23 Kotproben führten zu keinem positiven Ergebnis. Informationen zur Seroprävalenz lagen nicht vor. Cox et al. (1979) konnten bei experimentell infizierten Kaninchen histologisch kein Wachstum des Erregers im Darmepithel feststellen [2]. Vereinzelt konnte bei anderen Tierarten E. cuniculi im Kot nachgewiesen werden [21], [28]. Eine reine Passage der Sporen sollte in Betracht gezogen werden, sofern kein zusätzlicher Nachweis des Erregers in Organen erfolgt.

Auch bei Menschen, die intestinale Microsporidien wie Enterocytozoon bieneusi über die Faeces ausscheiden, scheint die Ausscheidung mit E. cuniculi eine untergeordnete Rolle zu spielen. Bei einer über einen Zeitraum von 10 Jahren in Portugal durchgeführten Studie wurden 1989 Kot-, 69 Urin- und 200 Lungenproben von HIV-positiven und -negativen Patienten untersucht. Bei 12 % dieser Patienten konnten Microsporidien im Kot nachgewiesen werden, E. cuniculi war jedoch nur bei einer Lungenprobe detektierbar [22]. Ähnliche Ergebnisse lieferte eine Studie in Russland mit 3 E. cuniculi-positiven Kotproben bei 159 HIV-infizierten Patienten [31]. Im Gegensatz zu diesen Studien mit E. bieneusi bzw. E. intestinalis als die am häufigsten in menschlichen Faeces vorkommenden Microsporidien, konnte E. cuniculi in 120 Kotproben bei 382 klinisch gesunden Menschen in Tschechien nachgewiesen werden. Eine mögliche Erklärung wurde nicht abgegeben, jedoch wurde eine Passage ohne Infektion aufgrund der hohen Untersuchungsanzahl ausgeschlossen [29].

Abb. 2 Kopfschiefhaltung bei einem Kaninchen mit E. cuniculi-Infektion. Das verklebte Fell am Kinn ist ein Hinweis auf durch die Inkoordination der Bewegungen verursachte Probleme bei der Futteraufnahme. © J. Csokai

Weitere Untersuchungsmöglichkeiten

Untersuchungen von Liquor cerebrospinalis bei Kaninchen mit neurologischen Symptomen zeigten eine lympho-monozytärePleiozytose mit erhöhtem Proteingehalt. Es ist jedoch nicht auszuschließen, dass mögliche Differenzialdiagnosen ein ähnliches Bild aufweisen [17]. Bei Vorhandensein einer chronisch interstitiellen Nephritis stellt der Kreatininwert im Blut einen wichtigen Parameter für die Prognose dar [20].

Für die Ausschlussdiagnostik stehen neben der Labordiagnostik weitere Untersuchungsmöglichkeiten, etwa bildgebende Verfahren wie Röntgen bzw. CT der Bulla tympanica und/oder der Wirbelsäule, sowie Sonografie und/oder Röntgen von Harnblase und Nieren zur Diagnose bzw. zum Ausschluss einer Nephrolithiasis zur Verfügung. Der Nachweis einer Neutrophilie oder eine erhöhte CK geben weitere Hinweise auf mögliche Differenzialdiagnosen.

Untersuchungen auf E. cuniculi mittels Elektronenmikroskop, Kultivierung in der Zellkultur oder Sporennachweis in Körperflüssigkeiten mittels Spezialfärbung haben in der Routinediagnostik bei Kaninchen keine Bedeutung.

Infektionen beim Menschen

Zu den Microsporidien gehören über 100 Gattungen mit mehr als 1200 Spezies, die wirbellose Tiere wie auch Wirbeltiere infizieren [24]. Erst seit dem Vorkommen von AIDS wird Mikrosporidiose vermehrt bei Menschen diagnostiziert. Zumindest 14 Microsporidien-Spezies führen bei Menschen zu Infektionen [6]. E. bieneusi und E. intestinalis sind die häufigsten Erreger und werden vor allem bei HIV-infizierten Patienten, aber auch bei immunkompetenten Menschen mit akutem selbstlimitierenden Durchfall nachgewiesen [24].

Encephalitozoon-Spezies können lichtmikroskopisch nicht voneinander unterschieden werden, und E. cuniculi sowie E. hellem können auch elektronenmikroskopisch nicht differenziert werden. Die eindeutige Zuordnung einer Erkrankung zu E. cuniculi ist daher erst seit den 1990er-Jahren mit dem Einsatz von molekularbiologischen Methoden möglich, auch wenn der erste Fall einer Infektion beim Menschen bereits 1959 beschrieben wurde [5], [25], [37].

Seit 1994 wurden weltweit 17 E. cuniculi Krankheitsfälle bei AIDS-Patienten, 6 Fälle bei Patienten mit Organtransplantationen und ein Fall mit einer idiopathischen CD4+ T-Lymphozytopenie beschrieben. Der Nachweis erfolgte mit molekularbiologischen Methoden aus Organen oder Körperflüssigkeiten. Fälle mit alleinigem Nachweis in Faeces sind hier nicht inkludiert. Zusätzlich konnten bei 6 AIDS-Patienten mittels Immunhistochemie E. cuniculi und E. hellem nachgewiesen werden. Aufgrund der allgemeinen Beschreibung als Microsporidien-Infektion ist jedoch aus dieser Untersuchung nicht klar ersichtlich, ob alle Patienten mit E. cuniculi infiziert waren oder möglicherweise teilweise nur mit E. hellem [32]. Seit der Einführung der antiviralen Therapie bei AIDS ist die Erkrankung Mikrosporidiose drastisch gesunken [30].

Bei immunkompetenten Menschen wurde bis jetzt nur ein Fall mit einer eindeutigen E. cuniculi Infektion beschrieben. Bei einem Laborunfall mit einer sehr großen Menge Sporen im Kulturüberstand kam es zu einer Infektion beider Augen mit schwerer Konjunktivitis und Keratitis [34]. Es ist anzunehmen, dass die Infektionsmenge unter „natürlichen“ Infektionsbedingungen um einiges geringer ist.

Bei einem anderen, an Diabetes mellitus leidenden Patienten mit augenscheinlich normalen immunologischen Parametern wurde vermutet, dass eine Therapie mit Dexamethason das Eindringen von Bakterien in den Subduralraum begünstigte, wobei der Subduralraum bereits mit langsam wachsenden E. cuniculi-Sporen kolonisiert war. Es kam zur Bildung eines Gehirnabszesses, in dem Sporen von E. cuniculi und Streptococcus intermedius nachweisbar waren. E. cuniculi-DNA konnte auch in Faeces und Urin festgestellt werden [7].

Auch wenn bei Menschen dieselben E. cuniculi-Genotypen wie bei Tieren vorliegen, so konnte bis auf einen Fall nie eine eindeutige Übertragung nachgewiesen werden. Bei drei Kindern mit Kontakt zu Hundewelpen mit Encephalitozoonose bildete eines der Kinder Antikörper, zeigte aber keine Symptome [26].

Serologische Studien lassen die Vermutung aufkommen, dass der menschliche Kontakt mit Microsporidien weit verbreitet ist, ohne jedoch eine klinische Relevanz zu besitzen [24]. Bei Personen mit erhöhtem Risiko, an einer lebensbedrohlichen Mikrosporidiose zu erkranken, wie z. B. bei AIDS oder Organtransplantationen, werden in der Literatur als Prävention die üblichen Hygienevorschriften empfohlen. Da Microsporidien auch im Wasser nachgewiesen wurden [6], [11], sollte das Trinkwasser abgekocht werden und der Kontakt mit infektionsverdächtigen Tieren vermieden werden [6]. Microsporidien-Sporen sind sehr resistent und können lange in der Umwelt überleben. Ein direkter Kontakt ist daher nicht notwendig. Infektionen durch kontaminiertes Wasser, Lebensmittel oder andere Quellen sollten bedacht werden [4]. Für Mikrosporidien besteht keine Meldepflicht nach dem Infektionsschutzgesetz [27].

Fazit

Die Encephalitozoonose ist eine beim Kaninchen häufig gesehene Erkrankung, die im Wesentlichen durch neurologische Symptome wie insbesondere Kopfschiefhaltung, aber auch durch offensichtliche Augensymptome (weiße Masse im Auge als Folge einer phakoklastischen Uveitis) charakterisiert ist. Für die Diagnose stehen verschiedene labordiagnostische Methoden, etwa die serologische Untersuchung auf Antikörper mittels Immunfluoreszenztest, und der Nachweis von Erreger-DNA mittels PCR in Harn und Linse zur Verfügung. Die Diagnose ist im Wesentlichen eine Ausschlussdiagnose. Für den Ausschluss möglicher Differenzialdiagnosen wie Otitis media/interna, Traumata, Infektionen oder Neoplasien stehen neben der Labordiagnostik vorrangig auch bildgebende Verfahren zur Verfügung. Patientenbesitzer, von denen bekannt ist, dass sie oder Personen in ihrem Umfeld zu einer der genannten Risikogruppen gehören, sollten vorsorglich auf entsprechende präventive Vorsichtsmaßnahmen im Umgang mit einem möglicherweise mit E. cuniculi infizierten Kaninchen hingewiesen werden.

• Literatur

• 1 Cox JC, Gallichio HA. An evaluation of indirect immunofluorescence in the serological diagnosis of Nosemacuniculi infection. Res Vet Sci 1977; 22: 50-52
• 2 Cox JC, Hamilton RC, Attwood HD. An investigation of the route and progression of Encephalitozooncuniculi infection in adult rabbits. J Protozool 1979; 26: 260-265
• 3 Csokai J, Joachim A, Gruber A, Tichy A, Pakozdy A, Künzel F. Diagnostik markers for encephalitozoonosis in pet rabbits. Vet Parasitol 2009; 163: 18-26
• 4 Deplazes P, Mathis A, Baumgartner R, Tanner I, Weber R. Immunologic and molecular characteristics of Encephalitozoon-like microsporidia isolated from humans and rabbits indicate that Encephalitozooncuniculi is a zoonotic parasite. Clin Infect Dis 1996; 22: 557-559
• 5 Didier PJ, Didier ES, Orenstein JM, Shadduck JA. Fine structure of a new human microsporidian, Encephalitozoonhellem, in culture. J Protozool 1991; 38: 502-507
• 6 Didier ES, Didier PJ, Snowden KF, Shadduck JA. Microsporidiosis in mammals. Microbes Infect 2000; 2: 709-720
• 7 Ditrich O, Chrdle A, Sak B, Chmelík V, Kubále J, Dyková I, Kvác M. Encephalitozooncuniculi genotype I as a causative agent of brain abscess in an immunocompetent patient. J Clin Microbiol 2011; 49: 2769-2771
• 8 Ebrecht D, Müller E. Zoonosen des Kaninchens. Tierärztl Prax 2004; K 32: 363-369
• 9 Ewringmann A, Göbel T. Untersuchungen zur Klinik und Therapie der Encephalitozoonose beim Heimtierkaninchen. Kleintierpraxis 1999; 44: 357-372
• 10 Franzen C, Müller A. Molecular techniques for detection, species differentiation, and phylogenetic analysis of microsporidia. Clin Microbiol Rev 1999; 12: 243-285
• 11 Galván AL, Magnet A, Izquierdo F, Fenoy S, Rueda C, FernándezVadillo C, Henriques-Gil N, del Aguila C. Molecular characterization of human-pathogenic microsporidia and Cyclosporacayetanensis isolated from various water sources in Spain: a year-long longitudinal study. Appl Environ Microbiol 2013; 79: 449-459
• 12 Gruber A, Pakozdy A, Weissenböck H, Csokai J, Künzel FJ. A retrospective study of neurological disease in 118 rabbits. Comp Pathol 2009; 140: 31-37
• 13 Harcourt-Brown FM. Urogenital diseases. In: Butterworth-Heinemann (Hrsg.) Textbook of Rabbit Medicine. Oxford: 2002: 335-351
• 14 Harcourt-Brown FM, Holloway HKR. Encephalitozooncuniculi in pet rabbits. Vet Rec 2003; 152: 427-431
• 15 Hein J, Flock U, Sauter-Louis C, Hartmann K. Encephalitozooncuniculi in rabbits in Germany: prevalence and sensitivity of antibody testing. Vet Rec 2014; 174: 350
• 16 Jaß A. Evaluierung von Liquorpunktion und PCR zur klinischen Diagnose der Enzephalitozoonose beim Kaninchen. Diss. München: Tierärztl Fakultät; 2004
• 17 Jaß A, Matiasek K, Hartmann K, Küchenhoff H, Fischer A. Evaluierung von Liquoruntersuchung und PCR zur Diagnose der Enzephalitozoonose beim Kaninchen. Prakt Tierarzt 2006; 87: 518-524
• 18 Jeklova E, Leva L, Kovarcik K, Matiasovic J, Kummer V, Maskova J, Skoric M, Faldyna M. Experimental oral and ocular Encephalitozooncuniculi infection in rabbits. Parasitology 2010; 137: 1749-1757
• 19 Kimura M, Aoki M, Ichikawa-Seki M, Matsuo K, Yagita K, Itagaki T. Detection and genotype of Encephalitozooncuniculi DNA from urine and feces of pet rabbits in Japan. J Vet Med Sci 2013; 75: 1017-1020
• 20 Künzel F, Gruber A, Tichy A, Edelhofer R, Nell B, Hassan J, Leschnik M, Thalhammer JG, Joachim A. Clinical symptoms and diagnosis of encephalitozoonosis in pet rabbits. Vet Parasitol 2008; 151: 115-124
• 21 Lobo ML, Teles A, da Cunha MB, Henriques J, Lourenço AM, Antunes F, Matos O. Microsporidia detection in stools from pets and animals from the zoo in Portugal: a preliminary study. J Eukaryot Microbiol 2003; 50 Suppl: 581-582
• 22 Lobo ML, Xiao L, Antunes F, Matos O. Microsporidia as emerging pathogens and the implication for public health: a 10-year study on HIV-positive and -negative patients. Int J Parasitol 2012; 42: 197-205
• 23 Lyngset A. A survey of serum antibodies to Encephalitozooncuniculi in breeding rabbits and their young. Lab Anim Sci 1980; 30: 558-561
• 24 Mathis A, Weber R, Deplazes P. Zoonotic potential of the microsporidia. Clin Microbiol Rev 2005; 18: 423-445
• 25 Matsubayashi H, Koike T, Mikata I, Takei H, Hagiwara S. A case of Encephalitozoon-like body infection in man. AMA Arch Pathol 1959; 67: 181-187
• 26 McInnes EF, Stewart CG. The pathology of subclinical infection of Encephalitozooncuniculiin canine dams producing pups with overt encephalitozoonosis. J S Afr Vet Assoc 1991; 62: 51-54
• 27 Robert-Koch-Institut. Steckbriefe seltener und importierter Infektionskrankheiten. 2011
• 28 Sak B, Kasicková D, Kvác M, Kvetonová D, Ditrich O. Microsporidia in exotic birds: intermittent spore excretion of Encephalitozoon spp. in naturally infected budgerigars (Melopsittacusundulatus). Vet Parasitol 2010; 168: 196-200
• 29 Sak B, Brady D, Pelikánová M, Květoňová D, Rost M, Kostka M, Tolarová V, Hůzová Z, Kváč M. Unapparent microsporidial infection among immunocompetent humans in the Czech Republic. J Clin Microbiol 2011; 49: 1064-1070
• 30 Scharmann W, Reblin L, Griem W. Untersuchungen über die Infektion von Kaninchen durch Encephalitozooncuniculi . Berl Münch Tierärztl Wochenschr 1986; 99: 20-24
• 31 Sokolova OI, Demyanov AV, Bowers LC, Didier ES, Yakovlev AV, Skarlato SO, Sokolova YY. Emerging microsporidian infections in Russian HIV-infected patients. J Clin Microbiol 2011; 49: 2102-2108
• 32 Torres G, Izquierdo F, Capó V, López LX, López MC, Limonta D, Fenoy S, Del Águila C, Bornay-Llinares FJ. Genital microsporidiosis in women with AIDS: a post-mortem study. Rev Iberoam Micol 2013; 30: 47-50
• 33 Valencakova A, Balent P, Ravaszova P, Horak A, Obornik M, Halanova M, Malcekova B, Novotny F, Goldova M. Molecular identification and genotyping of Microsporidia in selected hosts. Parasitol Res 2012; 110: 689-693
• 34 van Gool T, Biderre C, Delbac F, Wentink-Bonnema E, Peek R, Vivarès CP. Serodiagnostic studies in an immunocompetent individual infected with Encephalitozooncuniculi . J Infect Dis 2004; 189: 2243-2249
• 35 Waller T. The india ink immunoreaction: a method for the rapid diagnosis of encephalitozoonosis. Lab Anim 1977; 11: 93-97
• 36 Waller T, Morein B, Fabiansson E. Humoral immune response to infection with Encephalitozooncuniculi in rabbits. Lab Anim 1978; 12: 145-148
• 37 Wasson K, Peper RL. Mammalian microsporidiosis. Vet Pathol 2000; 37: 113-128