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DOI: 10.1055/s-0035-1555894
In vitro und in vivo Biokompatibilität einer neuartigen, 3-dimensionalen Cellulose-Matrixstruktur
In Vitro and In Vivo Biocompatibility of a Novel, 3-Dimensional Cellulose Matrix StructurePublikationsverlauf
eingereicht 29. März 2015
akzeptiert 08. Juni 2015
Publikationsdatum:
29. Oktober 2015 (online)
![](https://www.thieme-connect.de/media/hamipla/201506/lookinside/thumbnails/2015-03-0776-115_10-1055-s-0035-1555894-1.jpg)
Zusammenfassung
Hintergrund: Die biochemischen und physikalischen Eigenschaften von Matrices sind von entscheidender Bedeutung bei der Geweberegeneration. In dieser Studie wurde die neuartige, aus Cellulose bestehende, 3-dimensionale Matrix Xellulin® angewendet und in Hinblick auf die Biokompatibilität und Eignung zur Geweberegeneration in vitro und in vivo evaluiert.
Material und Methoden: Die zu evaluierende Matrix Xellulin® ist eine natürliche hydrologische Gel-Matrix, die aus bakterieller Cellulose und Wasser besteht. In vitro erfolgte eine Besiedelung und Kultivierung der Matrix mit humanen Fibroblasten zur Evaluation der Biokompatibilität und des Zellverhaltens im Hinblick auf Adhärenz und Proliferation. In vivo wurden Präadipozyten, isoliert aus den inguinalen Fettkörpern von 4 bis 6 Wochen alten Wistar-Ratten, in 3 Cellulose-Matrices unter 3 unterschiedlichen Bedingungen transplantiert: a) mit 500 000 Präadipozyten subkutan, b) mit 500 000 Präadipozyten vaskularisiert in einem In-vivo-Bioreaktor, c) ohne Präadipozyten subkutan als Kontrolle. Nach Explantation am 14. postoperativen Tag erfolgte die histologische (Zellmorphologie) und immunhistochemische Evaluation (Kapillarisierung).
Ergebnisse: In vitro zeigt sich eine ausgezeichnete Biokompatibilität mit guter Adhärenz der Fibroblasten auf der Matrix mit nachgewiesener Proliferation und Ausbildung eines 3-dimensionalen Zellnetzwerkes. In vivo kann in allen Versuchsgruppen eine Kapillarisierung entlang der vorgegebenen Kapillarbettstrukturen mit Nachweis von Erythrozyten (H/E-Färbung) sowie die Präsenz von Endothelzellen (RECA-1-Immunhistochemie) nachgewiesen werden. Eine signifikant höhere Kapillarisierung zeigt sich in der vaskularisierten Bioreaktor-Gruppe (18,4 vessels/100 000 µm2 (Gruppe b) vs. 8,1 (Gruppe a), p<0,05). Die Zelldichte ist ebenso in der vaskularisierten Bioreaktor-Gruppe am höchsten, ohne eine Signifikanz zu erzielen. Eine immunogene Reaktion auf die Cellulose-Matrix zeigt sich nicht.
Schlussfolgerung: Die positiven Ergebnisse in vitro bezüglich der Zelladhärenz und Proliferation in der Cellulose-Matrix bestätigt sich in vivo mit zusätzlicher Ausbildung von 3-dimensionalen Kapillarbettstrukturen. Das Zell-Überleben ist nach Tag 14 bei Verwendung des vaskularisierten In-vivo-Bioreaktors verbessert, jedoch nicht signifikant. Eine neuerliche Versuchsserie über einen längeren Zeitraum (28–42 Tage) ist erforderlich, um das langfristige Zell-Überleben und die Stabilitätsvorteile der Cellulose-Matrix als vielversprechende Matrix in der Geweberegeneration zu evaluieren. Des Weiteren sind Studien hinsichtlich des Gewebeeinbaues in umliegende Nachbarstrukturen sowie Langzeit-Biokompatibilitätsstudien notwendig.
Abstract
Background: Biological and physical characteristics of matrices are one essential factor in creating bioartificial tissue. In this study, a new 3-dimensional cellulose matrix (Xellulin®) was tested in terms of biocompatibility and applicability for tissue engineering in vitro and in vivo.
Materials and Methods: The tested matrix Xellulin® is a natural hydrological gel-matrix containing bacterial cellulose and water. To evaluate the cell biocompatibilty, cell adherence and proliferation characteristics in vitro, the matrix was cultured with human fibroblasts. Further in vivo studies were carried out by transplanting preadipocytes of 4- to 6-week-old Wistar rats with 3 different conditions: a) Xellulin® including 500 000 preadipocytes subcutaneous, b) Xellulin® including 500 000 preadipocytes within an in vivo bioreactor chamber, c) Xellulin® without cells subcutaneous as control. After explantation on day 14 histomorphological and immunohistochemical evaluations were performed.
Results: In vitro study revealed an excellent biocompatibility with good cell adherence of the fibroblasts on the matrix and evidence of cell proliferation and creation of a 3-dimensional cell network. In vivo neocapillarisation could be shown in all groups with evidence of erythrocytes (H/E staining) and endothelial vascular cells (RECA-1-staining). A significantly higher vascular density was shown in vascularised bioreactor group (18.4 vessels/100 000 µm2 (group b) vs. 8.1 (group a), p<0.05). Cell density was the highest in the vascularised group, but without significant values. No immunogenic reaction to the matrix was noticed.
Discussion: The promising in vitro results concerning cell adherence and proliferation on the tested matrix could be confirmed in vivo with an evidence of 3-dimensional neocapillarisation. Cell survival was higher in the vascularised group, but without significance. Long-term tests (28–42 days) need to be carried out to evaluate long-term cell survival and the matrix stability. Furthermore, studies concerning the implementation of the matrix within anatomic structures as well as long-term biocompatibility are needed.
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Literatur
- 1 Mooney DJ, Mikos AG. Growing new organs. Sci Am 1999; 280: 60-65
- 2 Nomi M, Atala A, Coppi PD et al. Principals of neovascularization for tissue engineering. Mol Aspects Med 2002; 23: 463-483
- 3 Novosel EC, Kleinhans C, Kluger PJ. Vascularization is the key challenge in tissue engineering. Adv Drug Deliv Rev 2011; 63: 300-311
- 4 Erol OO, Spira M. New capillary bed formation with a surgically constructed arteriovenous fistula. Plast Reconstr Surg 1980; 66: 109-115
- 5 Tanaka Y, Sung KC, Tsutsumi A et al. Tissue engineering skin flaps: which vascular carrier, arteriovenous shunt loop or arteriovenous bundle, has more potential for angiogenesis and tissue regeneration?. Plast Reconstr Surg 2003; 112: 1636-1644
- 6 Bach AD, Arkudas A, Tjiawi J et al. A new approach to tissue engineering of vascularized skeletal muscle. J Cell Mol Med 2006; 10: 716-726
- 7 Dunda SE, Schriever T, Rosen C et al. A new approach of in vivo Musculoskeletal Tissue Engineering using the epigastric artery as central core vessel of a 3-dimensional construct. Plast Surg Int 2012; DOI: 10.1155/2012/510852.
- 8 Dunda SE, Krings LK, Ranker MF et al. Immunocompromising Therapy Increases in vivo Cell Survival in Musculoskeletal Tissue Engineering. J Med Biol Eng 2014; DOI: 10.5405/jmbe.1924.
- 9 Andersson J, Stenhamre H, Bäckdahl H et al. Behavior of human chondrocytes in engineered porous bacterial cellulose scaffolds. J Biomed Mater Res A 2010; 94: 1124-1132
- 10 Brittberg M, Lindahl A, Nilsson A et al. Treatment of deep cartilage defects in the knee with autologous chondrocyte transplantation. N Engl J Med 1994; 331: 889-895
- 11 Rossi CA, Pozzobon M, De Coppi P. Advances in musculoskeletal tissue engineering: Moving towards therapy. Organogenesis 2010; 6: 167-172
- 12 Ulery BD, Nair LS, Laurencin CT. Biomedical Applications of Biodegradable Polymers. J Polym Sci B Polym Phys 2011; 49: 832-864
- 13 Lloyd AW. Interfacial bioengineering to enhance surface biocompatibility. Medical Device Technology 2002; 13: 18-21
- 14 Pillai CKS, Sharma CP. Review Paper: Absorbable Polymeric Surgical Sutures: Chemistry, Production, Properties, Biodegradability, and Performance. J Biomater Appl 2010; 25: 291-366
- 15 Middleton JC, Tipton AJ. Synthetic biodegradable polymers as orthopedic devices. Biomaterials 2000; 21: 2335-2346
- 16 Klemm D, Kramer F, Moritz S et al. Nanocelluloses: a new family of nature-based materials. Angew Chem Int Ed Engl 2011; 50: 5438-5466
- 17 Bäckdahl H, Helenius G, Bodin A et al. Mechanical properties of bacterial cellulose and interactions with smooth muscle cells. Biomaterials 2006; 27: 2141-2149
- 18 Helenius G, Bäckdahl H, Bodin A et al. In vivo biocompatibility of bacterial cellulose. J Biomed Mater Res A 2006; 76: 431-438
- 19 Ross P, Mayer R, Benziman M. Cellulose biosynthesis and function in bacteria. Microbiol Rev 1991; 55: 35-58
- 20 Bäckdahl H, Esguerra M, Delbro D et al. Engineering microporosity in bacterial cellulose scaffolds. J Tissue Eng Regen Med 2008; 2: 320-330
- 21 George J, Ramana K, Sabapathy S et al. Characterization of chemically treated bacterial (acetobacter xylinum) biopolymer: Some thermo-mechanical properties. Int Biol Macromol 2005; 37: 189-194
- 22 Hofinger M, Bertholdt G, Weuster-Botz D. Microbial production of homogeneously layered cellulose pellicles in a membrane bioreactor. Biotechnol Bioeng 2011; 108: 2237-2240
- 23 Karagianni M, Kraneburg U, Klüter H et al. Autologous fat grafts and supportive enrichment with adipose tissue stromal cells. Handchir Mikrochir Plast Chir 2013; 45: 93-98
- 24 Wiggenhauser PS, Müller DF, Melchels FP et al. Engineering of vascularized adipose constructs. Cell Tissue Res 2012; 347: 747-757
- 25 Tsuji W, Rubin JP, Marra KG. Adipose-derived stem cells: Implications in tissue regeneration. World J Stem Cells 2014; 6: 312-321